Студопедия

КАТЕГОРИИ:

АвтомобилиАстрономияБиологияГеографияДом и садДругие языкиДругоеИнформатикаИсторияКультураЛитератураЛогикаМатематикаМедицинаМеталлургияМеханикаОбразованиеОхрана трудаПедагогикаПолитикаПравоПсихологияРелигияРиторикаСоциологияСпортСтроительствоТехнологияТуризмФизикаФилософияФинансыХимияЧерчениеЭкологияЭкономикаЭлектроника



Методы изучения почвенных водорослей




Читайте также:
  1. Cтруктуры внешней памяти, методы организации индексов
  2. I Цели и задачи изучения дисциплины
  3. II. Методы искусственной детоксикации организма
  4. II. Методы несанкционированного доступа.
  5. III. Методы искусственной физико-химической детоксикации.
  6. III. Методы манипуляции.
  7. IV. Традиционные методы среднего и краткосрочного финансирования.
  8. IX. Методы СТИС
  9. q]1:1: Закономерности формирования совокупного спроса и совокупного предложения на товары и факторы производства на мировом рынке являются объектом изучения
  10. R Терапевтическая доза лазерного излучения и методы ее определения

Методы сбора, фиксации и культивирования водорослей разнообразны. Остановимся на тех из них, которые доступны для школьных ис­следований.

1. Сбор почвенных проб. На выбранном для сбора проб участке следует подробно описать растительность, рельеф местности, тип почвы. Если имеются макроскопически заметные поверхностные разрастания водорослей в виде общего позеленения почвы, пленок, корочек, собирают поверхностный слой площадью 10-100 см2. Для выявления водорослей в толще целинной почвы берут индивидуальные пробы весом 20-50 г, при­уроченные к определенным растительным ассоциациям и к определенно­му почвенному горизонту. В окультуренных почвах берут смешанный об­разец весом 20-50 г, составленный из 5-10 индивидуальных (методика отбора индивидуальных проб и приготовления смешанного образца при­ведена в разделе 7.2.1). Пробы берут стерильным ножом, совком или ло­патой. В полевых условиях стерилизация может быть проведена много­кратным втыканием ножа в исследуемую почву. Образцы почв отбирают в конверты из плотной бумаги. На конверте делается надпись простым карандашом: номер образца, дата сбора, глубина взятия. Делаются запи­си в полевом дневнике.

2. Определение видового состава почвенных водорослей. Видовой состав водорослей определяется при изучении свежевзятой почвы (прямое микроскопирование) и с использованием культуральных методов. Просмотр небольшой порции свежевзятой почвы под микроскопом в капле воды дает представление о доминирующих видах. Методом прямого микроскопирования изучаются водоросли, образующие макроскопически заметные поверхностные разрастания на почве, и водоросли, образующие заметные талломы.

Главным методом выявления видового состава водорослей является метод культур. При постановке культур пользуются общепринятыми при­емами микробиологической техники, касающимися стерильности посу­ды, питательных растворов, воды и инструментов (автоклавирование или кипячение и стерилизация спиртом). Задача культивирования заключа­ется в получении интенсивного роста всех имеющихся в почве водорослей. Наиболее простым методом выявления видового состава водорос­лей является метод «стекол обрастания». Исследуемую почву помеща­ют в стерильные чашки Петри, увлажняют дистиллированной водой (если почва сухая). На поверхности почвы раскладывают стерильные покровные стекла в количестве 4-8 на чашку. Стерилизация покровных стекол может быть проведена спиртом или легким прокаливанием в пламени спиртовки. Стекла положить так, чтобы между ними и почвой остава­лись свободные пространства - «влажные камеры». Через 5-7 дней мож­но начать просмотр стекол под микроскопом. Покровное стекло снима­ют с поверхности почвы пинцетом, удаляют крупные частички почвы и кладут на предметное стекло в каплю воды. Для полного выявления ви­дового состава водорослей в почве достаточно 3-6 недель культивиро­вания. Метод «стекол обрастания» дает возможность выявить актив­ную альгофлору исследуемой почвы, определить виды-доминанты, выя­вить видовой состав водорослей.



Существуют также методы водных и агаровых культур, но в школе они малоприменимы, так как требуют специального оборудования и реактивов.

Для определения почвенных водорослей нет специального определите­ля. Используются многотомные «Определитель пресноводных водорос­лей СССР», «Визначник прiсноводных водоростей УРСР» и др.

3. Количественные методы изучения почвенных водорослей:



1) прямое взвешивание - используется для определения массы повер­хностных корочек или пленок водорослей, собранных с определенной пло­щади (1 см2 или 1 дм2);

2) подсчет водорослей, рассеянных между частицами почвы. Для ко­личественного учета берут среднюю пробу почвы. Средняя проба состав­ляется из разного числа (от 5 до 10) индивидуальных проб. Пробы отби­раются способом случайного отбора или в шахматном порядке. Отбор почвенных образцов проводят с глубины 0-5 см.

При подготовке образца к количественному анализу почву необходи­мо подсушить, чтобы можно было разрушить комочки, и тщательно пе­ремешать. Затем распределить ровным слоем толщиной 0,5 см в виде прямоугольника, разделить на квадраты. Для составления навески бе­рут из каждого квадрата небольшое количество почвы. Навески в 1 г помещают в пенициллиновые склянки. Повторность проб – 3-5. Допус­тимо хранение проб в холодильнике при 5°С в течение нескольких суток. Если обработка проб проводится не сразу, пробы фиксируют 4%-ным формалином (4-5 мл). На склянку наклеивают этикетку, на которой ука­зывают номер пробы, дату. Приготовление препарата для прямого уче­та микроскопических водорослей состоит в следующем. Навеску по­чвы тщательно растирают в склянке с добавлением небольшого коли­чества дистиллированной воды (если почва свежая) или в небольшом объеме формалина. Для растирания используют пестик, изготовленный из препаровальной иглы и резинового наконечника, вырезанного пробоч­ным сверлом. Затем добавляют воду до 4 мл, склянку тщательно взбал­тывают в течение 2 минут. После 0,5 мин. отстаивания взвесь сливают в пробирку, к осадку добавляют 3 мл воды, взбалтывают 1 мин., отста­ивают 0,5 мин. и взвесь сливают в ту же пробирку. Процедуру повторя­ют еще раз. Осадок отбрасывают, а суспензию доводят до объема 10, 20, 40 мл (в зависимости от густоты), пробирку закрывают пробкой и взбалтывают (не менее 2 мин.). Затем мерной пипеткой со слегка под­точенным носиком наносят каплю суспензии на предметное стекло (одну из первых капель, пока не нарушена гомогенность суспензии). Каплю закрывают покровным стеклом. Препарат готов для микроскопирования. Для замедления подсыхания препарата в каплю суспензии можно добавить каплю глицерина, перемешать краем покровного стекла. Оп­ределяют объем капли суспензии, подсчитав число капель в 1 мл.



Приготовленный к счету препарат изучают под микроскопом. Отме­чают число встреченных в препарате водорослей по систематическим группам: сине-зеленые, зеленые и желто-зеленые, диатомовые.

Обязательно просчитывают три навески, а при значительном расхож­дении результатов - все пять. Количество клеток водорослей определяет­ся по формуле: х = а∙в∙20, где х - число клеток в 1 г почвы, а - число клеток, обнаруженных при счете, в - количество капель в 1 мл суспензии, 20 - разведение в мл.

При просмотре препарата необходимо отличать водоросли от спор грибов и от протонемы мхов. Споры грибов имеют толстую оболочку и гомоген­ное содержимое. Нити протонемы мхов отличаются от нитей водорослей косыми перегородками и большим количеством хлоропластов в клетках.

Количество водорослей в почве подвержено резким колебаниям и из­меняется за короткий промежуток в значительных пределах, поэтому для установления численности водорослей в почве необходимы многократ­ные учеты.

Альгологический метод оценки используется при изучении водного режима почв, влияния мелиорации, удобрений, пестицидов на почвенную биоту и др.

Так, влажность почвы, действуя как постоянный экологический фактор, обусловливает специфику водорослевых сообществ и интенсивность разви­тия отдельных видов и групп водорослей. Выявлены виды водорослей, спе­цифичные для участков различного увлажнения почв выработанных торфяников. Индикаторами слабогоувлажнения почв (40%) являются виды: Nostoc calcicola, Chlorosarcinopsis minor, Actinochloris sphaerica, Dictyoccus irregularis, Spongiococcum tetrasporam, Characiopsis minutissima, Pleurochloris pyrenoidosa, Navicula pelliculosa, рис. 7:2 (1-4); среднего увлажнения (60%): Phormidium valderiae, Phormidium corium, Phormidium boryanum, Chlorhormidium flaccidum f. nitens, Dispora crucigenoides, Tribonema ulotrichoides, Bumilleria sicula, Navicula mutica, рис. 7.2 (5-9); сильного увлажнения (80%): Gleocapsa minima, Gleocapsa minuta, Anabaena variabilis, Cylindrospermum majus, Oscillatoria splendida, Oscillatoria amoena, Oscillatoria limosa, Tetraedron minimum, Nitzschia palea, рис. 7.2 (10-12), рис. 7.3 (1, 3,4, 12).

Наблюдения за макроскопическими разрастаниями водорослей показа­ли, что при умеренном увлажнении преобладали водоросли из отделов зеле­ные, желто-зеленые, а при сильном увлажнении - нитчатые сине-зеленые из порядка осциллаториевые и зеленые водоросли из рода зигнема, являю­щиеся типичными гидрофильными видами. Массовые разрастания водо­рослей на выработанных торфяниках служат индикаторами увлажнения почв. Следует помнить, что при использовании водорослей в целях биодиагности­ки надо учитывать сезонную динамику их состава и численности.

На неосушенных дерново-подзолистых почвах выявлены виды водо­рослей - показатели переувлажнения минеральных почв (рис. 7.3). При­сутствие данных видов водорослей в пахотной почве указывает на ее за­болачивание и необходимость проведения осушительной мелиорации.

В процессе окультуривания постепенно формируются водорослевые сообщества пахотных почв, которые отличаются богатым видовым раз­нообразием сине-зеленых, зеленых, желто-зеленых и диатомовых водо­рослей. Доминирующими видами пахотных почв являются: Nostoc punctiforme, Anabaena sphaerica (рис. 7.3 (1, 2)), Cylindrospermum licheniforme, Cylindrospermum muscicola (рис. 7.4 (5)), Cylindrospermum catenatum (рис. 7.4 (6)), Phormidium autumnale (рис. 7.4 (4)), Microcoleus vaginatus (рис. 7.4 (3)), Navicula mutica (рис. 7.2 (9)), Hantzschia amphioxys (рис. 7.4 (9)), Pleurochloris magna (рис. 7.5 (1)), Pleurochloris anomala (рис. 7.5 (3)), Botrydiapsis eriensis (рис. 7.5 (8)), Botrydipsis arhiza, Polyedriella helvetica (рис. 7.5 (9)), Polyedriella irregularis (рис. 7.5 (10)), Characiopsis minuta (рис. 7.5 (12)), Heterothrix exilis (рис. 7.4 (7)), Chlamydomonas gloegama (рис. 7.4 (8)), Chlorhomidium flaccidum f. nitens (рис. 7.2 (6)).

Многие из названных видов при благоприятных условиях среды (влаж­ности, температуры, наличии питательных веществ) образуют макроско­пически заметные разрастания на поверхности почвы (рис. 7.4). В весенний период в поверхностных разрастаниях основную численность и биомассу составляют диатомовые, зеленые, желто-зеленые водоросли; ле­том - зеленые и желто-зеленые; осенью преобладают сине-зеленые, со­ставляя 93-99% численности и 60-90% биомассы поверхностных разрастаний. При этом численность водорослей в пятнах «цветения» достигает 2,0-16,1 млн. клеток на 1 см2.

Желто-зеленые водоросли отзывчивы на окультуривание почвы. В старопахотных дерново-подзолистых почвах видовое разнообразие желто-зеленых водорослей обычно бывает в 3-4 раза больше по сравнению с целинной почвой. Желто-зеленые водоросли являются показателями чистых почв (рис. 7.5). При различных способах загрязнения почвы данная группа водорослей исчезает

 

 

 

 

 

 

7.1.8.3. Кресс-салат как тест-объект для оценки загрязнения почвы и воздуха [27]

Кресс-салат - однолетнее овощное растение, обладающее повышенной чувствительностью к загрязнению почвы тяжелыми металлами, а также к загрязнению воздуха газообразными выбросами автотранспорта. Этот биоиндикатор отличается быстрым прорастанием семян и почти стопро­центной всхожестью, которая заметно уменьшается в присутствии заг­рязнителей.

Кроме того, побеги и корни этого растения под действием загрязнителей подвергаются заметным морфологическим изменениям (задержка роста и искривление побегов, уменьшение длины и массы корней, а также числа и массы семян).

Кресс-салат как биоиндикатор удобен еще и тем, что действие стрессо­ров можно изучать одновременно на большом числе растений при неболь­шой площади рабочего места (чашка Петри, кювета, поддон и т. п.). Привле­кательны также и весьма короткие сроки эксперимента. Семена кресс-са­лата прорастают уже на третий - четвертый день, и на большинство вопро­сов эксперимента можно получить ответ в течение 10-15 суток.


Дата добавления: 2015-04-11; просмотров: 119; Нарушение авторских прав







lektsii.com - Лекции.Ком - 2014-2021 год. (0.017 сек.) Все материалы представленные на сайте исключительно с целью ознакомления читателями и не преследуют коммерческих целей или нарушение авторских прав
Главная страница Случайная страница Контакты